Благодарим ви, че посетихте Nature.com. Версията на браузъра, която използвате, има ограничена поддръжка на CSS. За най-добро изживяване ви препоръчваме да използвате актуализиран браузър (или да деактивирате режима на съвместимост в Internet Explorer). Междувременно, за да осигурим непрекъсната поддръжка, ще рендираме сайта без стилове и JavaScript.
Повечето метаболитни изследвания при мишки се провеждат при стайна температура, въпреки че при тези условия, за разлика от хората, мишките изразходват много енергия за поддържане на вътрешна температура. Тук описваме нормално тегло и затлъстяване, предизвикано от диета (DIO), при мишки C57BL/6J, хранени съответно с чау-чау или с диета с високо съдържание на мазнини с 45%. Мишките бяха поставени в продължение на 33 дни при 22, 25, 27,5 и 30°C в индиректна калориметрична система. Показваме, че разходът на енергия се увеличава линейно от 30°C до 22°C и е с около 30% по-висок при 22°C и в двата модела на мишки. При мишки с нормално тегло приемът на храна противодейства на EE. Обратно, мишките DIO не намалиха приема на храна, когато EE намаля. По този начин, в края на изследването, мишките при 30°C имаха по-високо телесно тегло, мастна маса и плазмен глицерол и триглицериди, отколкото мишките при 22°C. Дисбалансът при мишките DIO може да се дължи на повишена диета, основана на удоволствие.
Мишката е най-често използваният животински модел за изучаване на човешката физиология и патофизиология и често е животното по подразбиране, използвано в ранните етапи на откриването и разработването на лекарства. Мишките обаче се различават от хората по няколко важни физиологични начина и макар алометричното мащабиране да може до известна степен да се приложи към хората, огромните разлики между мишките и хората се крият в терморегулацията и енергийната хомеостаза. Това демонстрира фундаментално несъответствие. Средната телесна маса на възрастните мишки е поне хиляда пъти по-малка от тази на възрастните (50 g срещу 50 kg), а съотношението повърхност/маса се различава около 400 пъти поради нелинейната геометрична трансформация, описана от Мий. Уравнение 2. В резултат на това мишките губят значително повече топлина спрямо обема си, така че са по-чувствителни към температура, по-склонни към хипотермия и имат среден основен метаболизъм десет пъти по-висок от този на хората. При стандартна стайна температура (~22°C) мишките трябва да увеличат общия си енергиен разход (EE) с около 30%, за да поддържат телесната температура. При по-ниски температури, EE се увеличава още повече с около 50% и 100% при 15 и 7°C в сравнение с EE при 22°C. По този начин, стандартните условия на отглеждане предизвикват реакция на студов стрес, което би могло да компрометира преносимостта на резултатите от мишки към хората, тъй като хората, живеещи в съвременните общества, прекарват по-голямата част от времето си в термонеутрални условия (защото по-ниското ни съотношение на площ към обем ни прави по-малко чувствителни към температурата, тъй като създаваме термонеутрална зона (TNZ) около нас. EE над базалната метаболитна скорост) обхваща ~19 до 30°C6, докато мишките имат по-висока и по-тясна лента, обхващаща само 2–4°C7,8 Всъщност, този важен аспект е получил значително внимание през последните години4, 7,8,9,10,11,12 и се предполага, че някои „видови различия“ могат да бъдат смекчени чрез повишаване на температурата на черупката9. Няма обаче консенсус относно температурния диапазон, който представлява термонеутралност при мишките. Следователно, дали долната критична температура в термонеутралния диапазон при мишки с едно колено е по-близо до 25°C или по-близо до 30°C4, 7, 8, 10, 12, остава спорно. EE и други метаболитни параметри са ограничени до часове до дни, така че степента, до която продължителното излагане на различни температури може да повлияе на метаболитни параметри като телесно тегло, не е ясна. консумация, използване на субстрат, глюкозен толеранс и плазмени концентрации на липиди и глюкоза и хормони, регулиращи апетита. Освен това са необходими допълнителни изследвания, за да се установи до каква степен диетата може да повлияе на тези параметри (DIO мишки на диета с високо съдържание на мазнини може да са по-ориентирани към диета, основана на удоволствието (хедонистична)). За да предоставим повече информация по тази тема, изследвахме ефекта на температурата на отглеждане върху гореспоменатите метаболитни параметри при възрастни мъжки мишки с нормално тегло и мъжки мишки с индуцирано от диета затлъстяване (DIO) на диета с 45% високо съдържание на мазнини. Мишките са държани при 22, 25, 27,5 или 30°C в продължение на поне три седмици. Температури под 22°C не са изследвани, тъй като стандартните условия за настаняване на животни рядко са под стайната температура. Установихме, че мишките DIO с нормално тегло и тези с един кръг реагират подобно на промените в температурата в заграждението по отношение на EE и независимо от условията на заграждението (със или без материал за подслон/гнездо). Въпреки това, докато мишките с нормално тегло коригират приема си на храна според EE, приемът на храна при мишките DIO е до голяма степен независим от EE, което води до по-голямо наддаване на тегло от мишките. Според данните за телесното тегло, плазмените концентрации на липиди и кетонни тела показват, че мишките DIO при 30°C имат по-положителен енергиен баланс от мишките при 22°C. Основните причини за разликите в баланса на енергийния прием и EE между мишките с нормално тегло и DIO мишките изискват допълнително проучване, но може да са свързани с патофизиологични промени при мишките DIO и ефекта от диетата, основана на удоволствие, в резултат на диета, свързана със затлъстяване.
EE се е увеличила линейно от 30 до 22°C и е била с около 30% по-висока при 22°C в сравнение с 30°C (фиг. 1a,b). Скоростта на дихателен обмен (RER) е била независима от температурата (фиг. 1c,d). Приемът на храна е бил в съответствие с динамиката на EE и се е увеличавал с понижаване на температурата (също ~30% по-висока при 22°C в сравнение с 30°C (фиг. 1e,f). Прием на вода. Обемът и нивото на активност не са зависели от температурата (фиг. 1g).
Мъжки мишки (C57BL/6J, 20-седмични, индивидуално настаняване, n=7) са били настанени в метаболитни клетки при 22°C в продължение на една седмица преди началото на изследването. Два дни след събирането на фонови данни, температурата е била повишавана на стъпки от 2°C в 06:00 часа на ден (началото на светлата фаза). Данните са представени като средна стойност ± стандартна грешка на средната стойност, а тъмната фаза (18:00–06:00 часа) е представена със сива кутия. a Разход на енергия (kcal/h), b Общ разход на енергия при различни температури (kcal/24 часа), c Скорост на дихателен обмен (VCO2/VO2: 0.7–1.0), d Средна RER в светла и тъмна (VCO2/VO2) фаза (нулева стойност е определена като 0.7). e кумулативен прием на храна (g), f общ прием на храна за 24 часа, g общ прием на вода за 24 часа (ml), h общ прием на вода за 24 часа, i кумулативно ниво на активност (m) и j общо ниво на активност (m/24h). Мишките са били държани при посочената температура в продължение на 48 часа. Данните, показани за 24, 26, 28 и 30°C, се отнасят до последните 24 часа от всеки цикъл. Мишките са били хранени през цялото проучване. Статистическата значимост е тествана чрез многократни измервания на еднофакторен ANOVA, последван от тест за множествено сравнение на Tukey. Звездичките показват значимост за началната стойност от 22°C, защрихованото показва значимост между другите групи, както е посочено. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Средните стойности са изчислени за целия експериментален период (0-192 часа). n = 7.
Както и при мишки с нормално тегло, EE се е увеличавала линейно с понижаване на температурата и в този случай EE е била с около 30% по-висока при 22°C в сравнение с 30°C (фиг. 2a,b). RER не се е променяла при различни температури (фиг. 2c,d). За разлика от мишките с нормално тегло, приемът на храна не е бил съвместим с EE като функция на стайната температура. Приемът на храна, приемът на вода и нивото на активност са били независими от температурата (фиг. 2e–j).
Мъжки (C57BL/6J, 20 седмици) DIO мишки бяха настанени индивидуално в метаболитни клетки при 22°C в продължение на една седмица преди началото на изследването. Мишките могат да използват 45% HFD ad libitum. След аклиматизация в продължение на два дни бяха събрани изходни данни. Впоследствие температурата беше повишавана на стъпки от 2°C през ден в 06:00 (началото на светлата фаза). Данните са представени като средна стойност ± стандартна грешка на средната стойност, а тъмната фаза (18:00–06:00 ч.) е представена със сива кутия. a Разход на енергия (kcal/h), b Общ разход на енергия при различни температури (kcal/24 ч.), c Скорост на дихателен обмен (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Средна RER в светла и тъмна (VCO2/VO2) фаза (нулева стойност е определена като 0,7). e кумулативен прием на храна (g), f общ прием на храна за 24 часа, g общ прием на вода за 24 часа (ml), h общ прием на вода за 24 часа, i кумулативно ниво на активност (m) и j общо ниво на активност (m/24h). Мишките са държани при посочената температура в продължение на 48 часа. Данните, показани за 24, 26, 28 и 30°C, се отнасят до последните 24 часа от всеки цикъл. Мишките са държани при 45% HFD до края на проучването. Статистическата значимост е тествана чрез многократни измервания на еднофакторен ANOVA, последван от тест за множествено сравнение на Tukey. Звездичките показват значимост за началната стойност от 22°C, защрихованото показва значимост между другите групи, както е посочено. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Средните стойности са изчислени за целия експериментален период (0-192 часа). n = 7.
В друга серия от експерименти изследвахме влиянието на температурата на околната среда върху същите параметри, но този път между групи мишки, които постоянно се държаха при определена температура. Мишките бяха разделени на четири групи, за да се сведат до минимум статистическите промени в средната стойност и стандартното отклонение на телесното тегло, мазнините и нормалното телесно тегло (фиг. 3a–c). След 7 дни аклиматизация бяха регистрирани 4,5 дни EE (електрическа изолация). EE се влияе значително от температурата на околната среда както през дневните часове, така и през нощта (фиг. 3d) и се увеличава линейно с намаляване на температурата от 27,5°C до 22°C (фиг. 3e). В сравнение с други групи, RER на групата с 25°C беше донякъде намален и нямаше разлики между останалите групи (фиг. 3f,g). Приемът на храна, успореден на EE модел a, се увеличи с приблизително 30% при 22°C в сравнение с 30°C (фиг. 3h,i). Консумацията на вода и нивата на активност не се различаваха съществено между групите (фиг. 3j,k). Излагането на различни температури в продължение на до 33 дни не доведе до разлики в телесното тегло, чистата маса и мастната маса между групите (фиг. 3n-s), но доведе до намаляване на чистата телесна маса с приблизително 15% в сравнение със самооценяваните резултати (фиг. 3n-s). 3b, r, c)) и мастната маса се увеличи повече от 2 пъти (от ~1 g до 2–3 g, фиг. 3c, t, c). За съжаление, 30°C камерата има грешки при калибриране и не може да предостави точни данни за EE и RER.
- Телесно тегло (a), чиста маса (b) и мастна маса (c) след 8 дни (един ден преди прехвърляне към системата SABLE). d Консумация на енергия (kcal/h). e Средна консумация на енергия (0–108 часа) при различни температури (kcal/24 часа). f Коефициент на дихателен обмен (RER) (VCO2/VO2). g Средна RER (VCO2/VO2). h Общ прием на храна (g). i Среден прием на храна (g/24 часа). j Обща консумация на вода (ml). k Средна консумация на вода (ml/24 h). l Кумулативно ниво на активност (m). m Средно ниво на активност (m/24 h). n телесно тегло на 18-ия ден, o промяна в телесното тегло (от -8-ия до 18-ия ден), p чиста маса на 18-ия ден, q промяна в чистата маса (от -8-ия до 18-ия ден), r мастна маса на 18-ия ден и промяна в мастната маса (от -8-ия до 18-ия ден). Статистическата значимост на повторните измервания беше тествана чрез Oneway-ANOVA, последвана от тест за множествено сравнение на Tukey. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данните са представени като средна стойност + стандартна грешка на средната стойност, тъмната фаза (18:00-06:00 ч.) е представена със сиви квадратчета. Точките на хистограмите представляват отделни мишки. Средните стойности са изчислени за целия експериментален период (0-108 часа). n = 7.
Мишките са били съпоставени по телесно тегло, чиста маса и мастна маса в изходно положение (фиг. 4a-c) и са поддържани при 22, 25, 27,5 и 30°C, както в проучвания с мишки с нормално тегло. . При сравняване на групи мишки, връзката между EE и температурата показва подобна линейна зависимост с температурата във времето при едни и същи мишки. По този начин, мишките, отглеждани при 22°C, консумират около 30% повече енергия от мишките, отглеждани при 30°C (фиг. 4d, e). При изследване на ефектите при животни, температурата не винаги влияе на RER (фиг. 4f,g). Приемът на храна, приемът на вода и активността не са били значително повлияни от температурата (фиг. 4h-m). След 33 дни отглеждане, мишките при 30°C са имали значително по-високо телесно тегло от мишките при 22°C (фиг. 4n). В сравнение със съответните им изходни точки, мишките, отглеждани при 30°C, са имали значително по-високо телесно тегло от мишките, отглеждани при 22°C (средна стойност ± стандартна грешка на средната стойност: Фиг. 4o). Относително по-голямото наддаване на тегло се дължи на увеличаване на мастната маса (Фиг. 4p, q), а не на увеличаване на чистата маса (Фиг. 4r, s). В съответствие с по-ниската стойност на EE при 30°C, експресията на няколко BAT гена, които увеличават функцията/активността на BAT, е намалена при 30°C в сравнение с 22°C: Adra1a, Adrb3 и Prdm16. Други ключови гени, които също увеличават функцията/активността на BAT, не са засегнати: Sema3a (регулация на растежа на невритите), Tfam (митохондриална биогенеза), Adrb1, Adra2a, Pck1 (глюконеогенеза) и Cpt1a. Изненадващо, Ucp1 и Vegf-a, свързани с повишена термогенна активност, не са намалели в групата с 30°C. Всъщност, нивата на Ucp1 при три мишки бяха по-високи, отколкото в групата с 22°C, а Vegf-a и Adrb2 бяха значително повишени. В сравнение с групата с 22°C, мишките, поддържани при 25°C и 27,5°C, не показаха промяна (Допълнителна фигура 1).
- Телесно тегло (a), чиста маса (b) и мастна маса (c) след 9 дни (един ден преди прехвърляне към системата SABLE). d Консумация на енергия (EE, kcal/h). e Средна консумация на енергия (0–96 часа) при различни температури (kcal/24 часа). f Коефициент на дихателен обмен (RER, VCO2/VO2). g Средна RER (VCO2/VO2). h Общ прием на храна (g). i Среден прием на храна (g/24 часа). j Обща консумация на вода (ml). k Средна консумация на вода (ml/24 h). l Кумулативно ниво на активност (m). m Средно ниво на активност (m/24 h). n Телесно тегло на 23-ия ден (g), o Промяна в телесното тегло, p Чиста маса, q Промяна в чистата маса (g) на 23-ия ден в сравнение с 9-ия ден, Промяна в мастната маса (g) на 23-ия ден, мастната маса (g) в сравнение с 8-ия ден, 23-ия ден в сравнение с 8-ия ден. Статистическата значимост на повторните измервания беше тествана чрез Oneway-ANOVA, последвана от тест за множествено сравнение на Tukey. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данните са представени като средна стойност + стандартна грешка на средната стойност, тъмната фаза (18:00-06:00 ч.) е представена със сиви квадратчета. Точките на хистограмите представляват отделни мишки. Средните стойности са изчислени за целия експериментален период (0-96 часа). n = 7.
Подобно на хората, мишките често създават микросреди, за да намалят загубите на топлина към околната среда. За да определим количествено значението на тази среда за EE, ние оценихме EE при 22, 25, 27,5 и 30°C, със или без кожени предпазители и материал за гнездене. При 22°C добавянето на стандартни кожи намалява EE с около 4%. Последващото добавяне на материал за гнездене намали EE с 3–4% (фиг. 5a,b). Не са наблюдавани значителни промени в RER, приема на храна, приема на вода или нивата на активност при добавяне на къщички или кожи + постелка (фиг. 5i–p). Добавянето на кожа и материал за гнездене също значително намали EE при 25 и 30°C, но реакциите бяха количествено по-малки. При 27,5°C не се наблюдава разлика. Забележително е, че в тези експерименти EE намалява с повишаване на температурата, в този случай с около 57% по-ниска от EE при 30°C в сравнение с 22°C (фиг. 5c–h). Същият анализ е извършен само за светлата фаза, където EE е по-близо до базалната метаболитна скорост, тъй като в този случай мишките са почивали предимно в кожата, което води до сравними размери на ефекта при различни температури (Допълнителна фигура 2a-h).
Данни за мишки от подслон и материал за гнездене (тъмносиньо), дом, но без материал за гнездене (светлосиньо), и дом и материал за гнездо (оранжево). Консумация на енергия (EE, kcal/h) за помещения a, c, e и g при 22, 25, 27.5 и 30°C, b, d, f и h означават EE (kcal/h). ip Данни за мишки, отглеждани при 22°C: i дихателна честота (RER, VCO2/VO2), j средна RER (VCO2/VO2), k кумулативен прием на храна (g), l среден прием на храна (g/24 h), m общ прием на вода (mL), n средна AUC на прием на вода (mL/24h), o обща активност (m), p средно ниво на активност (m/24h). Данните са представени като средна стойност + стандартна грешка на средната стойност, тъмната фаза (18:00-06:00 h) е представена със сиви квадратчета. Точките на хистограмите представляват отделни мишки. Статистическата значимост на повторните измервания беше тествана чрез Oneway-ANOVA, последвана от тест за множествено сравнение на Tukey. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Средните стойности са изчислени за целия експериментален период (0-72 часа). n = 7.
При мишки с нормално тегло (2-3 часа гладуване), отглеждането при различни температури не е довело до значителни разлики в плазмените концентрации на TG, 3-HB, холестерол, ALT и AST, но HDL като функция на температурата. Фигура 6a-e). Плазмените концентрации на лептин, инсулин, C-пептид и глюкагон на гладно също не се различават между групите (Фигури 6g-j). В деня на теста за глюкозен толеранс (след 31 дни при различни температури), изходното ниво на кръвната захар (5-6 часа гладуване) е било приблизително 6,5 mM, без разлика между групите. Прилагането на перорална глюкоза повишава значително концентрациите на кръвната захар във всички групи, но както пиковата концентрация, така и нарастващата площ под кривата (iAUC) (15–120 мин) са по-ниски в групата мишки, отглеждани при 30 °C (индивидуални времеви точки: P < 0,05–P < 0,0001, фиг. 6k, l) в сравнение с мишките, отглеждани при 22, 25 и 27,5 °C (които не се различават помежду си). Прилагането на перорална глюкоза повишава значително концентрациите на кръвната захар във всички групи, но както пиковата концентрация, така и нарастващата площ под кривата (iAUC) (15–120 мин) са по-ниски в групата мишки, отглеждани при 30 °C (индивидуални времеви точки: P < 0,05–P < 0,0001, фиг. 6k, l) в сравнение с мишките, отглеждани при 22, 25 и 27,5 °C (които не се различават помежду си). Пероралното въвеждане на глюкоза значително повиши концентрацията на глюкоза в кръвта на всички групи, но като пикова концентрация, така и степента на прирастване под кривите (iAUC) (15–120 минути) бяха по-ниски в групата на мишките, съдържащи се при 30 °C (отделни времеви точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) в сравнение с мишките, съдържащи се при 22, 25 и 27,5 ° C (които не се различават между себе си). Пероралното приложение на глюкоза значително повишава концентрациите на кръвната захар във всички групи, но както пиковата концентрация, така и нарастващата площ под кривата (iAUC) (15–120 мин) са по-ниски в групата мишки с температура 30°C (отделни времеви точки: P < 0,05–P < 0,0001, фиг. 6k, l) в сравнение с мишки, отглеждани при 22, 25 и 27,5°C (които не се различават една от друга).口服葡萄糖的给药显着增加了所有组的血糖浓度，但在30 °C饲养的小鼠组中，峰值浓度和曲线下增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点：P < 0,05–P < 0,0001，图6k，l）与饲养在22、25 27,5°C 的小鼠（彼此之间没有差异）相比。口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 ，浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点 点 点: P < 0,05–P < 0.0001，图6k，l）与饲养在22、25和27.5°C 的小鼠（彼此之间没有差异）相比。Пероралното приложение на глюкоза значително повишава концентрациите на кръвната захар във всички групи, но както пиковата концентрация, така и площта под кривата (iAUC) (15–120 минути) са по-ниски в групата на мишките, хранени при 30°C (всички времеви точки).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, фиг.6l, l) в сравнение с мишки, отглеждани при 22, 25 и 27,5°C (без разлика помежду си).
Плазмените концентрации на TG, 3-HB, холестерол, HDL, ALT, AST, FFA, глицерол, лептин, инсулин, C-пептид и глюкагон са показани при възрастни мъжки DIO(al) мишки след 33 дни хранене при посочената температура. Мишките не са били хранени 2-3 часа преди вземане на кръвни проби. Изключение прави орален тест за глюкозен толеранс, който е проведен два дни преди края на изследването върху мишки, гладуващи 5-6 часа и държани при подходяща температура в продължение на 31 дни. Мишките са били заразени с 2 g/kg телесно тегло. Данните за площта под кривата (L) са изразени като инкрементални данни (iAUC). Данните са представени като средна стойност ± SEM. Точките представляват отделни проби. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
При DIO мишки (също гладувани в продължение на 2-3 часа), концентрациите на плазмен холестерол, HDL, ALT, AST и FFA не се различаваха между групите. Както TG, така и глицеролът бяха значително повишени в групата с 30°C в сравнение с групата с 22°C (Фигури 7a-h). За разлика от това, 3-GB беше с около 25% по-ниски при 30°C в сравнение с 22°C (Фигура 7b). По този начин, въпреки че мишките, поддържани при 22°C, имаха общ положителен енергиен баланс, както се вижда от наддаването на тегло, разликите в плазмените концентрации на TG, глицерол и 3-HB предполагат, че при мишките с 22°C пробите са били по-малко, отколкото при 22°C. Мишките, отглеждани при 30°C, бяха в относително по-енергийно отрицателно състояние. В съответствие с това, чернодробните концентрации на екстрахируем глицерол и TG, но не и на гликоген и холестерол, бяха по-високи в групата с 30°C (Допълнителна Фиг. 3a-d). За да изследваме дали температурно зависимите разлики в липолизата (измерени чрез плазмени TG и глицерол) са резултат от вътрешни промени в епидидималната или ингвиналната мазнина, в края на изследването извлякохме мастна тъкан от тези депа и количествено определихме ex vivo свободните мастни киселини и освобождаването на глицерол. Във всички експериментални групи, пробите от мастна тъкан от епидидималните и ингвиналните депа показаха поне двукратно увеличение на производството на глицерол и FFA в отговор на стимулация с изопротеренол (Допълнителна фигура 4a-d). Не беше открит обаче ефект от температурата на черупката върху базалната или стимулираната с изопротеренол липолиза. В съответствие с по-високото телесно тегло и мастна маса, плазмените нива на лептин бяха значително по-високи в групата с 30°C, отколкото в групата с 22°C (Фигура 7i). Напротив, плазмените нива на инсулин и C-пептид не се различаваха между температурните групи (фиг. 7k, k), но плазменият глюкагон показа зависимост от температурата, но в този случай почти 22°C в противоположната група беше два пъти по-висока в сравнение с 30°C. ОТ. Група C (фиг. 7l). FGF21 не се различаваше между различните температурни групи (фиг. 7m). В деня на OGTT, изходното ниво на кръвната захар беше приблизително 10 mM и не се различаваше между мишките, отглеждани при различни температури (фиг. 7n). Пероралното приложение на глюкоза повиши нивата на кръвната захар и достигна пик във всички групи при концентрация от около 18 mM 15 минути след дозирането. Нямаше значителни разлики в iAUC (15–120 мин) и концентрациите в различни времеви точки след дозирането (15, 30, 60, 90 и 120 мин) (фиг. 7n, o).
Плазмените концентрации на TG, 3-HB, холестерол, HDL, ALT, AST, FFA, глицерол, лептин, инсулин, C-пептид, глюкагон и FGF21 бяха показани при възрастни мъжки DIO (ao) мишки след 33 дни хранене при определена температура. Мишките не бяха хранени 2-3 часа преди вземане на кръвни проби. Оралният тест за глюкозен толеранс беше изключение, тъй като беше проведен в доза от 2 g/kg телесно тегло два дни преди края на изследването при мишки, които бяха гладни 5-6 часа и държани при подходяща температура в продължение на 31 дни. Данните за площта под кривата (o) са показани като инкрементални данни (iAUC). Данните са представени като средна стойност ± SEM. Точките представляват отделни проби. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Преносимостта на данни от гризачи към хора е сложен въпрос, който играе централна роля при тълкуването на значението на наблюденията в контекста на физиологичните и фармакологичните изследвания. По икономически причини и за улесняване на изследванията, мишките често се държат при стайна температура под тяхната термонеутрална зона, което води до активиране на различни компенсаторни физиологични системи, които увеличават метаболизма и потенциално нарушават преносимостта9. По този начин, излагането на мишки на студ може да направи мишките резистентни към индуцирано от диета затлъстяване и може да предотврати хипергликемия при плъхове, третирани със стрептозотоцин, поради повишен неинсулинозависим транспорт на глюкоза. Не е ясно обаче до каква степен продължителното излагане на различни съответни температури (от стайна до термонеутрална) влияе върху различната енергийна хомеостаза на мишки с нормално тегло (на храна) и DIO мишки (на HFD) и метаболитни параметри, както и степента, до която те са били в състояние да балансират увеличението на EE с увеличение на приема на храна. Изследването, представено в тази статия, има за цел да внесе известна яснота по тази тема.
Показваме, че при възрастни мишки с нормално тегло и мъжки DIO мишки, EE е обратнопропорционална на стайната температура между 22 и 30°C. По този начин, EE при 22°C е с около 30% по-висока, отколкото при 30°C. и при двата модела на мишки. Важна разлика между мишките с нормално тегло и DIO мишките обаче е, че докато мишките с нормално тегло постигат съответствие с EE при по-ниски температури чрез съответно коригиране на приема на храна, приемът на храна при DIO мишките варира на различни нива. Температурите в изследването са сходни. След един месец, DIO мишките, държани при 30°C, наддават повече телесно тегло и мастна маса от мишките, държани при 22°C, докато нормалните хора, държани при същата температура и за същия период от време, не водят до треска. Разлика в телесното тегло при мишки с нормално тегло. В сравнение с температури, близки до термонеутрални или при стайна температура, растежът при стайна температура води до относително по-малко наддаване на тегло при DIO или мишки с нормално тегло на диета с високо съдържание на мазнини, но не и при мишки с нормално тегло. Подкрепено от други проучвания17,18,19,20,21, но не от всички22,23.
Предполага се, че способността за създаване на микросреда за намаляване на топлинните загуби измества термичната неутралност наляво8, 12. В нашето проучване, както добавянето на материал за гнездене, така и укриването намаляват термичната неутралност, но не водят до термична неутралност до 28°C. Следователно, нашите данни не подкрепят твърдението, че долната точка на термонеутралност при възрастни мишки с едно колено, със или без обогатени с околната среда къщички, трябва да бъде 26-28°C, както е показано8,12, но подкрепят други проучвания, показващи термонеутралност. температури от 30°C при мишки с ниска точка7, 10, 24. За да усложни нещата, е доказано, че термонеутралната точка при мишките не е статична през деня, тъй като е по-ниска по време на фазата на покой (светлина), вероятно поради по-ниско производство на калории в резултат на активност и индуцирана от диетата термогенеза. По този начин, в светлата фаза, долната точка на термична неутралност се оказва ~29°С, а в тъмната фаза ~33°С25.
В крайна сметка, връзката между температурата на околната среда и общата консумация на енергия се определя от разсейването на топлина. В този контекст, съотношението на повърхността към обема е важен фактор за термичната чувствителност, влияещ както на разсейването на топлина (повърхност), така и на генерирането на топлина (обем). В допълнение към повърхността, топлопреносът се определя и от изолацията (скоростта на топлопренос). При хората мастната маса може да намали загубата на топлина, като създава изолационна бариера около телесната обвивка, и се предполага, че мастната маса е важна и за термичната изолация при мишките, понижавайки термонеутралната точка и намалявайки температурната чувствителност под термично неутралната точка (наклон на кривата). (температура на околната среда в сравнение с EE)12. Нашето проучване не е предназначено да оцени директно тази предполагаема връзка, тъй като данните за телесния състав са събрани 9 дни преди събирането на данните за разхода на енергия и тъй като мастната маса не е била стабилна по време на цялото проучване. Тъй като обаче мишките с нормално тегло и DIO мишките имат 30% по-ниска EE при 30°C, отколкото при 22°C, въпреки поне 5-кратната разлика в мастната маса, нашите данни не подкрепят твърдението, че затлъстяването трябва да осигурява основна изолация. поне не в изследвания температурен диапазон. Това е в съответствие с други проучвания, по-добре разработени за изследване на това4,24. В тези проучвания изолационният ефект на затлъстяването е малък, но е установено, че козината осигурява 30-50% от общата топлоизолация4,24. Въпреки това, при мъртви мишки топлопроводимостта се е увеличила с около 450% веднага след смъртта, което предполага, че изолационният ефект на козината е необходим за действието на физиологичните механизми, включително вазоконстрикцията. В допълнение към видовите разлики в козината между мишки и хора, слабият изолационен ефект на затлъстяването при мишки може да бъде повлиян и от следните съображения: Изолационният фактор на човешката мастна маса се медиира главно от подкожната мастна маса (дебелина)26,27. Обикновено при гризачи по-малко от 20% от общите животински мазнини28. Освен това, общата мастна маса може дори да не е неоптимална мярка за топлоизолация на индивида, тъй като се твърди, че подобрената топлоизолация се компенсира от неизбежното увеличаване на повърхността (и следователно увеличените загуби на топлина) с увеличаване на мастната маса.
При мишки с нормално тегло, плазмените концентрации на TG, 3-HB, холестерол, HDL, ALT и AST на гладно не се променят при различни температури в продължение на почти 5 седмици, вероятно защото мишките са били в същото състояние на енергиен баланс. Те са били същите по тегло и телесен състав, както в края на проучването. В съответствие със сходството в мастната маса, не са наблюдавани и разлики в плазмените нива на лептин, нито в нивата на инсулин, C-пептид и глюкагон на гладно. Повече сигнали са открити при DIO мишки. Въпреки че мишките при 22°C също не са имали общ отрицателен енергиен баланс в това състояние (тъй като са наддавали на тегло), в края на проучването те са били с относително по-голям енергиен дефицит в сравнение с мишките, отглеждани при 30°C, при условия като високо производство на кетони от организма (3-GB) и намаляване на концентрацията на глицерол и TG в плазмата. Въпреки това, температурно зависимите разлики в липолизата не изглежда да са резултат от присъщи промени в епидидималната или ингвиналната мазнина, като например промени в експресията на адипохормон-чувствителна липаза, тъй като FFA и глицеролът, освободени от мазнини, извлечени от тези депа, са между температурните групи, които са сходни помежду си. Въпреки че не изследвахме симпатиковия тонус в настоящото проучване, други са установили, че той (въз основа на сърдечната честота и средното артериално налягане) е линейно свързан с температурата на околната среда при мишки и е приблизително по-нисък при 30°C, отколкото при 22°C 20% C. Следователно, температурно зависимите разлики в симпатиковия тонус могат да играят роля в липолизата в нашето проучване, но тъй като повишаването на симпатиковия тонус стимулира, а не инхибира липолизата, други механизми могат да противодействат на това намаление при култивирани мишки. Потенциална роля в разграждането на телесните мазнини. Стайна температура. Освен това, част от стимулиращия ефект на симпатиковия тонус върху липолизата е индиректно медииран от силно инхибиране на инсулиновата секреция, което подчертава ефекта на прекъсването на инсулиновата добавка върху липолизата30, но в нашето проучване, плазменият инсулин на гладно и симпатиковият тонус на C-пептида при различни температури не бяха достатъчни, за да променят липолизата. Вместо това, открихме, че разликите в енергийния статус най-вероятно са основният фактор, допринасящ за тези разлики при DIO мишки. Основните причини, които водят до по-добра регулация на приема на храна с EE при мишки с нормално тегло, изискват допълнително проучване. Като цяло обаче приемът на храна се контролира от хомеостатични и хедонистични сигнали31,32,33. Въпреки че има дебат кой от двата сигнала е количествено по-важен,31,32,33 е добре известно, че дългосрочната консумация на храни с високо съдържание на мазнини води до хранително поведение, основано повече на удоволствието, което до известна степен не е свързано с хомеостазата. . – регулиран прием на храна34,35,36. Следователно, повишеното хедонистично хранително поведение на DIO мишки, третирани с 45% HFD, може да е една от причините, поради които тези мишки не балансират приема на храна с EE. Интересното е, че разлики в апетита и хормоните, регулиращи кръвната захар, също са наблюдавани при DIO мишки с контролирана температура, но не и при мишки с нормално тегло. При DIO мишки плазмените нива на лептин се повишават с температурата, а нивата на глюкагон намаляват с температурата. Степента, до която температурата може директно да повлияе на тези разлики, заслужава по-нататъшно проучване, но в случая на лептина, относителният отрицателен енергиен баланс и по този начин по-ниската мастна маса при мишки при 22°C със сигурност играят важна роля, тъй като мастната маса и плазменият лептин са силно корелирани37. Интерпретацията на глюкагоновия сигнал обаче е по-озадачаваща. Както при инсулина, секрецията на глюкагон е силно инхибирана от повишаване на симпатиковия тонус, но най-високият симпатиков тонус се очаква да бъде в групата с 22°C, която има най-високи плазмени концентрации на глюкагон. Инсулинът е друг силен регулатор на плазмения глюкагон, а инсулиновата резистентност и диабет тип 2 са силно свързани с хиперглюкагонемия на гладно и след хранене 38,39. DIO мишките в нашето проучване обаче също бяха инсулинонечувствителни, така че това също не може да е основният фактор за увеличаване на глюкагоновата сигнализация в групата с 22°C. Съдържанието на мазнини в черния дроб също е положително свързано с повишаване на плазмената концентрация на глюкагон, чиито механизми от своя страна могат да включват чернодробна глюкагонова резистентност, намалено производство на урея, повишени концентрации на циркулиращи аминокиселини и повишена стимулирана от аминокиселини секреция на глюкагон 40,41,42. Тъй като обаче екстрахируемите концентрации на глицерол и TG не се различаваха между температурните групи в нашето проучване, това също не може да е потенциален фактор за повишаване на плазмените концентрации в групата с 22°C. Трийодтиронинът (T3) играе критична роля в общата метаболитна скорост и инициирането на метаболитна защита срещу хипотермия 43,44. Следователно, плазмената концентрация на Т3, вероятно контролирана от централно медиирани механизми,45,46 се увеличава както при мишки, така и при хора при условия, по-слаби от термонеутрални47, въпреки че увеличението при хората е по-малко, което е по-предразположено към мишките. Това е в съответствие със загубата на топлина към околната среда. В настоящото проучване не измервахме плазмените концентрации на Т3, но концентрациите може да са били по-ниски в групата с 30°C, което може да обясни ефекта на тази група върху плазмените нива на глюкагон, тъй като ние (актуализирана фигура 5а) и други показахме, че Т3 увеличава плазмения глюкагон по дозозависим начин. Съобщава се, че тиреоидните хормони индуцират експресията на FGF21 в черния дроб. Подобно на глюкагона, плазмените концентрации на FGF21 също се увеличават с плазмените концентрации на Т3 (допълнителна фигура 5b и реф. 48), но в сравнение с глюкагона, плазмените концентрации на FGF21 в нашето проучване не са повлияни от температурата. Основните причини за това несъответствие изискват по-нататъшно проучване, но индуцирането на FGF21, предизвикано от Т3, трябва да се наблюдава при по-високи нива на експозиция на Т3 в сравнение с наблюдавания глюкагонов отговор, предизвикан от Т3 (Допълнителна фигура 5b).
Доказано е, че HFD е силно свързан с нарушен глюкозен толеранс и инсулинова резистентност (маркери) при мишки, отглеждани при 22°C. HFD обаче не е свързан нито с нарушен глюкозен толеранс, нито с инсулинова резистентност, когато е отглеждан в термонеутрална среда (дефинирана тук като 28°C)19. В нашето проучване тази връзка не е възпроизведена при DIO мишки, но мишките с нормално тегло, поддържани при 30°C, значително подобряват глюкозния толеранс. Причината за тази разлика изисква допълнително проучване, но може да бъде повлияна от факта, че DIO мишките в нашето проучване са инсулинорезистентни, с плазмени концентрации на C-пептид на гладно и инсулинови концентрации 12-20 пъти по-високи от тези при мишките с нормално тегло, а в кръвта на гладно - с концентрации на глюкоза от около 10 mM (около 6 mM при нормално телесно тегло), което изглежда оставя малък прозорец за потенциални благоприятни ефекти от излагането на термонеутрални условия за подобряване на глюкозния толеранс. Възможен объркващ фактор е, че по практически причини OGTT се провежда при стайна температура. По този начин, мишките, отглеждани при по-високи температури, са претърпели лек студов шок, който може да повлияе на абсорбцията/клирънса на глюкоза. Въпреки това, въз основа на сходни концентрации на кръвна захар на гладно в различни температурни групи, промените в температурата на околната среда може да не са повлияли значително на резултатите.
Както бе споменато по-рано, наскоро беше подчертано, че повишаването на стайната температура може да отслаби някои реакции към студов стрес, което може да постави под въпрос преносимостта на данните от мишки върху хората. Не е ясно обаче каква е оптималната температура за отглеждане на мишки, за да се имитира човешката физиология. Отговорът на този въпрос може да бъде повлиян и от областта на изследване и изследвания краен резултат. Пример за това е ефектът от диетата върху натрупването на мазнини в черния дроб, глюкозния толеранс и инсулиновата резистентност19. По отношение на разхода на енергия, някои изследователи смятат, че термонеутралността е оптималната температура за отглеждане, тъй като хората се нуждаят от малко допълнителна енергия, за да поддържат телесната си температура, и те определят температурата на една обиколка за възрастни мишки като 30°C7,10. Други изследователи смятат, че температура, сравнима с тази, която хората обикновено изпитват с възрастни мишки на едно коляно, е 23-25°C, тъй като те са установили, че термонеутралността е 26-28°C и въз основа на това, че хората са по-ниски с около 3°C. Тяхната долна критична температура, дефинирана тук като 23°C, е малко по-ниска от 8.12. Нашето проучване е в съответствие с няколко други проучвания, които твърдят, че термичната неутралност не се постига при 26-28°C4, 7, 10, 11, 24, 25, което показва, че 23-25°C е твърде ниска температура. Друг важен фактор, който трябва да се вземе предвид по отношение на стайната температура и термонеутралността при мишки, е единичното или груповото отглеждане. Когато мишките са били отглеждани на групи, а не поотделно, както в нашето проучване, температурната чувствителност е била намалена, вероятно поради струпването на животните. Въпреки това, стайната температура все още е била под LTL от 25, когато са били използвани три групи. Може би най-важната междувидова разлика в това отношение е количественото значение на BAT активността като защита срещу хипотермия. По този начин, докато мишките до голяма степен компенсират по-високата си загуба на калории чрез увеличаване на BAT активността, която е над 60% EE само при 5°C,51,52 приносът на човешката BAT активност към EE е значително по-висок, много по-малък. Следователно, намаляването на BAT активността може да бъде важен начин за увеличаване на човешкото пренасяне. Регулацията на активността на BAT е сложна, но често се медиира от комбинираните ефекти на адренергичната стимулация, тиреоидните хормони и експресията на UCP114,54,55,56,57. Нашите данни показват, че температурата трябва да се повиши над 27,5°C в сравнение с мишките при 22°C, за да се открият разлики в експресията на BAT гените, отговорни за функцията/активирането. Разликите, открити между групите при 30 и 22°C, обаче не винаги показват повишаване на активността на BAT в групата с 22°C, тъй като Ucp1, Adrb2 и Vegf-a са понижени в групата с 22°C. Основната причина за тези неочаквани резултати остава да бъде определена. Една от възможностите е, че повишената им експресия може да не отразява сигнал за повишена стайна температура, а по-скоро остър ефект от преместването им от 30°C на 22°C в деня на отстраняването (мишките са преживели това 5-10 минути преди излитане).
Общо ограничение на нашето проучване е, че изследвахме само мъжки мишки. Други изследвания показват, че полът може да е важен фактор при нашите първични индикации, тъй като женските мишки с едно колено са по-чувствителни към температура поради по-високата топлопроводимост и поддържането на по-строго контролирани температури на сърцевината. Освен това, женските мишки (на HFD) показаха по-голяма връзка между приема на енергия и EE при 30°C в сравнение с мъжките мишки, които консумираха повече мишки от същия пол (20°C в този случай)20. По този начин, при женските мишки ефектът на субтермонетралното съдържание е по-висок, но има същия модел както при мъжките мишки. В нашето проучване се фокусирахме върху мъжки мишки с едно колено, тъй като това са условията, при които се провеждат повечето метаболитни изследвания, изследващи EE. Друго ограничение на нашето проучване беше, че мишките бяха на една и съща диета през цялото проучване, което изключваше изучаването на значението на стайната температура за метаболитната гъвкавост (измерена чрез промените в RER за промени в диетата в различни макронутриентни състави) при женски и мъжки мишки, отглеждани при 20°C, в сравнение със съответните мишки, отглеждани при 30°C.
В заключение, нашето проучване показва, че както и в други проучвания, мишките с нормално тегло в първи кръг са термонеутрални над прогнозираните 27,5°C. Освен това, нашето проучване показва, че затлъстяването не е основен изолационен фактор при мишки с нормално тегло или DIO, което води до сходни съотношения температура:EE при DIO и мишки с нормално тегло. Докато приемът на храна при мишки с нормално тегло е бил в съответствие с EE и по този начин е поддържал стабилно телесно тегло в целия температурен диапазон, приемът на храна при DIO мишки е бил еднакъв при различни температури, което е довело до по-високо съотношение на мишките при 30°C и 22°C, които са наддавали повече телесно тегло. Като цяло, систематични проучвания, изследващи потенциалното значение на живота под термонеутрални температури, са оправдани поради често наблюдаваната лоша поносимост между проучванията върху мишки и хора. Например, при проучванията върху затлъстяване, частично обяснение за като цяло по-лошата преносимост може да се дължи на факта, че проучванията за загуба на тегло при мишки обикновено се провеждат върху умерено студени животни, стресирани от студ, държани на стайна температура поради повишената им EE. Преувеличена загуба на тегло в сравнение с очакваното телесно тегло на човек, особено ако механизмът на действие зависи от увеличаване на EE чрез повишаване на активността на BAP, който е по-активен и активиран при стайна температура, отколкото при 30°C.
В съответствие с Датския закон за опитите с животни (1987 г.) и Националните здравни институти (публикация № 85-23) и Европейската конвенция за защита на гръбначните животни, използвани за опитни и други научни цели (Съвет на Европа № 123, Страсбург, 1985 г.).
Двадесетседмични мъжки мишки C57BL/6J са получени от Janvier Saint Berthevin Cedex, Франция, и са получавали ad libitum стандартна храна (Altromin 1324) и вода (~22°C) след 12:12 часа цикъл светлина:тъмнина, при стайна температура. Мъжки мишки DIO (20 седмици) са получени от същия доставчик и са получавали ad libitum достъп до диета с високо съдържание на мазнини (кат. № D12451, Research Diet Inc., Ню Джърси, САЩ) и вода при условия на отглеждане. Мишките са адаптирани към средата седмица преди началото на изследването. Два дни преди прехвърлянето в системата за индиректна калориметрия, мишките са претеглени, подложени на ЯМР сканиране (EchoMRI™, Тексас, САЩ) и разделени на четири групи, съответстващи на телесно тегло, мазнини и нормално телесно тегло.
Графична диаграма на дизайна на изследването е показана на Фигура 8. Мишките бяха прехвърлени в затворена и температурно контролирана система за индиректна калориметрия в Sable Systems Internationals (Невада, САЩ), която включваше монитори за качеството на храната и водата и рамка Promethion BZ1, която записваше нивата на активност чрез измерване на прекъсванията на лъча. XYZ. Мишките (n = 8) бяха настанени поотделно при 22, 25, 27,5 или 30°C, използвайки постелка, но без подслон и материал за гнездене, при 12:12-часов цикъл светлина:тъмнина (светлина: 06:00–18:00). 2500 мл/мин. Мишките бяха аклиматизирани в продължение на 7 дни преди регистрацията. Записите бяха събрани четири последователни дни. След това мишките бяха държани при съответните температури от 25, 27,5 и 30°C за допълнителни 12 дни, след което клетъчните концентрати бяха добавени, както е описано по-долу. Междувременно, групи мишки, държани при 22°C, бяха държани при тази температура още два дни (за събиране на нови базови данни), след което температурата беше повишавана на стъпки от 2°C през ден в началото на светлинната фаза (06:00), докато достигне 30°C. След това температурата беше понижена до 22°C и данните бяха събирани още два дни. След два допълнителни дни на запис при 22°C, към всички клетки при всички температури бяха добавени кожи и събирането на данни започна на втория ден (ден 17) и в продължение на три дни. След това (ден 20), към всички клетки беше добавен материал за гнездо (8-10 g) в началото на светлинния цикъл (06:00) и данните бяха събирани още три дни. Така, в края на проучването, мишките, държани при 22°C, бяха държани при тази температура в продължение на 21/33 дни и при 22°C през последните 8 дни, докато мишките при други температури бяха държани при тази температура в продължение на 33 дни /33 дни. Мишките са били хранени по време на периода на изследването.
Мишки с нормално тегло и DIO са следвали същите процедури на изследване. На ден -9 мишките са претеглени, направен им е ЯМР сканиране и са разделени на групи, сравними по телесно тегло и телесен състав. На ден -7 мишките са прехвърлени в затворена система за индиректна калориметрия с контролирана температура, произведена от SABLE Systems International (Невада, САЩ). Мишките са настанени поотделно с постелка, но без материали за гнездене или подслон. Температурата е настроена на 22, 25, 27,5 или 30°C. След една седмица аклиматизация (дни -7 до 0, животните не са били безпокоени), данните са събрани в продължение на четири последователни дни (дни 0-4, данните са показани на Фиг. 1, 2, 5). След това мишките, държани при 25, 27,5 и 30°C, са били държани при постоянни условия до 17-ия ден. В същото време, температурата в групата с 22°C се повишаваше на интервали от 2°C през ден чрез регулиране на температурния цикъл (06:00 ч.) в началото на излагане на светлина (данните са показани на Фиг. 1). На 15-ия ден температурата спадна до 22°C и бяха събрани данни от два дни, за да се осигурят изходни данни за последващи лечения. Кожи бяха добавени на всички мишки на 17-ия ден, а материал за гнездото беше добавен на 20-ия ден (Фиг. 5). На 23-ия ден мишките бяха претеглени и подложени на ЯМР сканиране, след което бяха оставени сами за 24 часа. На 24-ия ден мишките бяха гладни от началото на фотопериода (06:00 ч.) и получиха OGTT (2 g/kg) в 12:00 ч. (6-7 часа гладуване). След това мишките бяха върнати в съответните им SABLE условия и евтаназирани на втория ден (ден 25).
DIO мишките (n = 8) следваха същия протокол като мишките с нормално тегло (както е описано по-горе и на Фигура 8). Мишките поддържаха 45% HFD по време на целия експеримент за разход на енергия.
VO2 и VCO2, както и налягането на водните пари, бяха записани с честота 1 Hz с времева константа на клетката 2,5 минути. Приемът на храна и вода беше събран чрез непрекъснато записване (1 Hz) на теглото на кофите с храна и вода. Използваният монитор за качество отчиташе резолюция от 0,002 g. Нивата на активност бяха записани с помощта на 3D XYZ лъчев монитор, данните бяха събрани с вътрешна резолюция от 240 Hz и отчитани всяка секунда, за да се определи количествено общото изминато разстояние (m) с ефективна пространствена резолюция от 0,25 cm. Данните бяха обработени с Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, като бяха изчислени EE и RER и бяха филтрирани отклоненията (напр. фалшиви събития на хранене). Макро интерпретаторът е конфигуриран да извежда данни за всички параметри на всеки пет минути.
В допълнение към регулирането на EE, температурата на околната среда може също да регулира други аспекти на метаболизма, включително постпрандиалния глюкозен метаболизъм, чрез регулиране на секрецията на глюкозо-метаболизиращи хормони. За да тестваме тази хипотеза, най-накрая завършихме проучване на телесната температура, като провокирахме мишки с нормално тегло с перорален глюкозен товар DIO (2 g/kg). Методите са описани подробно в допълнителни материали.
В края на проучването (ден 25), мишките бяха гладни в продължение на 2-3 часа (започвайки от 06:00), анестезирани с изофлуран и напълно обезкървени чрез ретроорбитална венепункция. Количественото определяне на плазмените липиди и хормони и липиди в черния дроб е описано в допълнителните материали.
За да се изследва дали температурата на черупката причинява присъщи промени в мастната тъкан, засягащи липолизата, ингвиналната и епидидималната мастна тъкан беше изрязана директно от мишките след последния етап на кървене. Тъканите бяха обработени с помощта на новоразработения ex vivo анализ за липолиза, описан в Допълнителни методи.
Кафява мастна тъкан (BAT) е събрана в деня на края на изследването и обработена, както е описано в допълнителните методи.
Данните са представени като средна стойност ± SEM. Графиките са създадени в GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA), а графиките са редактирани в Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA). Статистическата значимост е оценена в GraphPad Prism и тествана чрез сдвоен t-тест, еднофакторен/двуфакторен ANOVA с повторни измервания, последван от тест за множествени сравнения на Tukey, или несдвоен еднофакторен ANOVA, последван от тест за множествени сравнения на Tukey, ако е необходимо. Гаусовото разпределение на данните е валидирано чрез теста за нормалност на D'Agostino-Pearson преди тестването. Размерът на извадката е посочен в съответния раздел на раздела „Резултати“, както и в легендата. Повторението се дефинира като всяко измерване, извършено върху едно и също животно (in vivo или върху тъканна проба). По отношение на възпроизводимостта на данните, връзка между разхода на енергия и температурата на корпуса е демонстрирана в четири независими проучвания, използващи различни мишки с подобен дизайн на изследването.
Подробни експериментални протоколи, материали и сурови данни са достъпни при разумно искане от водещия автор Руне Е. Кухре. Това проучване не е генерирало нови уникални реагенти, трансгенни животински/клетъчни линии или данни за секвениране.
За повече информация относно дизайна на изследването вижте резюмето на доклада за изследвания в природата, свързано с тази статия.
Всички данни образуват графика. 1-7 са депозирани в хранилището на базата данни Science, номер за достъп: 1253.11.sciencedb.02284 или https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284. Данните, показани в ESM, могат да бъдат изпратени на Rune E Kuhre след разумно тестване.
Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. Лабораторни животни като сурогатни модели на човешкото затлъстяване. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. Лабораторни животни като сурогатни модели на човешкото затлъстяване.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO. и Tang-Christensen M. Лабораторни животни като сурогатни модели на човешкото затлъстяване. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. 实验动物作为人类肥胖的替代模型。 Нилсон, К., Раун, К., Ян, Ф. Ф., Ларсен, МО и Танг-Кристенсен, М. Експериментални животни като заместващ модел за хората.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO. и Tang-Christensen M. Лабораторни животни като сурогатни модели на затлъстяване при хора.Acta Pharmacology. престъпност 33, 173–181 (2012).
Гилпин, Д.А. Изчисляване на новата константа на Ми и експериментално определяне на размера на изгарянето. Burns 22, 607–611 (1996).
Гордън, С. Дж. Терморегулаторната система на мишката: нейните последици за трансфера на биомедицински данни към хората. Физиология. Поведение. 179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Няма изолиращ ефект от затлъстяването. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Няма изолиращ ефект от затлъстяването.Fischer AW, Chikash RI, von Essen G., Cannon B. и Nedergaard J. Без изолационен ефект от затлъстяването. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. 肥胖没有绝缘作用。 Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Ожирението няма изолиращ ефект. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Затлъстяването няма изолиращ ефект.Да. J. Physiology. ендокринен. метаболизъм. 311, E202–E213 (2016).
Lee, P. et al. Адаптираната към температурата кафява мастна тъкан модулира инсулиновата чувствителност. Diabetes 63, 3686–3698 (2014).
Nakhon, KJ et al. По-ниската критична температура и термогенезата, индуцирана от студ, са обратнопропорционални на телесното тегло и базалната метаболитна скорост при слаби и наднормено тегло. J. Warmly. biology. 69, 238–248 (2017).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Оптимални температури на отглеждане на мишки, за да се имитира топлинната среда на хората: Експериментално проучване. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Оптимални температури на отглеждане на мишки, за да се имитира топлинната среда на хората: Експериментално проучване.Fischer, AW, Cannon, B., и Nedergaard, J. Оптимални температури в помещенията за мишки, за да се имитира човешката топлинна среда: Експериментално проучване. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 小鼠模拟人类热环境的最佳住房温度：一项实验研究。 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. и Nedergaard J. Оптимална температура на жилище за мишки, симулиращи човешка топлинна среда: Експериментално проучване.Мур. метаболизъм. 7, 161–170 (2018).
Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Каква е най-добрата температура на помещението, за да се пренесат експерименти с мишки върху хора? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Каква е най-добрата температура на помещението, за да се пренесат експерименти с мишки върху хора?Keyer J, Lee M и Speakman JR Каква е най-добрата стайна температура за прехвърляне на експерименти с мишки върху хора? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR 将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？ Keijer, J., Li, M. & Speakman, JRKeyer J, Lee M и Speakman JR Каква е оптималната температура на черупката за прехвърляне на експерименти с мишки върху хора?Мур. метаболизъм. 25, 168–176 (2019).
Seeley, RJ & MacDougald, OA Мишки като експериментални модели за човешка физиология: когато няколко градуса в температурата на жилището са от значение. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мишки като експериментални модели за човешка физиология: когато няколко градуса в температурата на жилището са от значение. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мислите като експериментални модели за физиология на човека: когато градусите в жилище имат значение. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мишките като експериментални модели за човешката физиология: когато няколко градуса в едно жилище имат значение. Seeley, RJ & MacDougald, OA 小鼠作为人类生理学的实验模型：当几度的住房温度很重要时。 Сийли, Р. Дж. и Макдугълд, О. А. Myshi Seeley, RJ & MacDougald, OA като експериментален физиологичен модел на човека: когато градусите на температурата в помещенията имат значение. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мишки като експериментален модел на човешката физиология: когато няколко градуса стайна температура имат значение.Национален метаболизъм. 3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Отговорът на въпроса „Каква е най-добрата температура на помещението, за да се пренесат експерименти с мишки върху хора?“ Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Отговорът на въпроса „Каква е най-добрата температура на помещението, за да се пренесат експерименти с мишки върху хора?“ Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Отговор на въпроса „Каква е най-добрата стайна температура за прехвърляне на експерименти с мишки върху хора?“ Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 问题的答案“将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Фишър А. У., Кенън Б. и Недергард Дж. Отговори на въпроса „Каква е оптималната температура на черупката за прехвърляне на експерименти с мишки върху хора?“Да: термонеутрален. Moore. metabolism. 26, 1-3 (2019).
Време на публикуване: 28 октомври 2022 г.
